Przejdź do głównej treści
Wersja kontrastowa
en English Menu
"
Pomiń baner

Badania i projekty

Laboratoria Wielopoziomowego Obrazowania Struktur Biologicznych

dr Beata Rysiewicz
tel. 538 629 891, e-mail: wbbib.bioobrazowanie@uj.edu.pl

Laboratorium Bioobrazowania oraz Laboratorium Cytometrii Przepływowej umożliwiają przeprowadzenie pomiarów mikroskopowych z wykorzystaniem aparatów konfokalnych STEDYCON (Abberior) i Stellaris (Leica) oraz sortowanie komórek z wykorzystaniem metody FACS (ang. fluorescence-activated cel sorting) MoFlo XDP (Beckman Coulter).

Wyposażenie laboratoriów jest dostępne odpłatnie dla wszystkich pracowników Wydziału Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii i pozostałych jednostek Uniwersytetu Jagiellońskiego a także, z określonymi wyjątkami, dla podmiotów zewnętrznych.  Zasady korzystania z Laboratoriów zostały przedstawione w dwóch odrębnych regulaminach:

REZERWACJE

Rezerwacji aparatury oraz czasu pomiarowego należy dokonywać korzystając z formularzy elektronicznych (narzędzie Microsoft forms), nie wcześniej niż miesiąc i nie później niż dzień przed planowanymi badaniami. O dostępie do sprzętu decyduje kolejność zgłoszeń. Minimalny czas rezerwacji to 1 godzina.

OPŁATY

Mikroskop STEDYCON (Abberior):

  • pracownicy WBBiB – 50 PLN/godz.
  • pracownicy innych jednostek UJ – 105,01 PLN/godz. 
  • podmioty zewnętrzne – 140 PLN netto/godz. + 23% VAT.

Mikroskop Leica Stellaris 5 z systemem do mikromanipulacji*:

  • pracownicy WBBiB – 70 PLN/godz.
  • pracownicy innych jednostek UJ na potrzeby projektów (bez kosztów pośrednich dla WBBiB) – 133,05 PLN netto/godz. 
  • pracownicy innych jednostek UJ – 154,06 PLN netto/godz. 

*Ze względu na charakter finansowania projektu, z którego dokonano zakupu, aparatura nie może być oferowana podmiotom zewnętrznym na zasadach komercyjnych.

W razie zmiant planów przez użytkownika, rezerwacja powinna być anulowana nie później niż 2 godziny przed planowanym rozpoczęciem pomiaru. Jeżeli rezerwacja zostanie anulowana później lub użytkownik nie przekaże próbek do badań, zostanie obarczony kosztami korzystania ze sprzętu, zgodnie ze stawką godzinową dla danego urządzenia. 

STEDYCON (Abberior)*
Poziom 01, pokój 3.01.23
 
System łączący mikroskopię konfokalną z nanoskopią STED umożliwiając zbieranie obrazów z rozdzielczością do 30 nm. 
 
Wzbudzenie fluorescencji:
  • 405 nm (dioda laserowa CW), 
  • 488 nm, 561 nm, 640 nm (3 impulsowe diody laserowe),
  • laser STED (775 nm). 
Sygnał zbierany jest z wykorzystaniem 4 fotodiod lawinowych pracujących w modzie zliczania pojedynczych fotonów w zakresach długości fal: 420 nm – 480 nm, 505 nm – 545 nm, 575 nm – 625 nm, 650 nm – 700 nm.
 
Dostępne obiektywy: 
  • UPlanXApo (extended apochromat) 100x/1.45 NA (immersja olejowa), 
  • UPlanFL (semi-apochromat) N 10x/0.3 NA,  
  • UPlanFL (semi-apochromat) 20x/0.5 NA. 
Oprogramowanie STEDYCON smart control:
Pliki mogą być zapisywane w formacie .tiff .png .pdf jako pliki surowe lub po podstawowej manipulacji (pozbawione szumów, wygładzone, ze skalą, paskiem kolorów itp.).
 
Obserwacja mikroskopowa może być prowadzona na utrwalonych komórkach lub przyżyciowo z wykorzystaniem inkubatora typu BL z kontrolą CO2.
 
W przypadku mikroskopii STED laboratorium zaleca wykorzystanie fluoroforów przeznaczonych dla tej techniki (jaśniejszych, o większej fotostabilności) oraz unikanie barwników takich jak DAPI czy Hoechst (mogą mieć negatywny wpływ na tło). Dodatkowo materiał oraz grubość powierzchni, na której znajdują się komórki może negatywnie wpływać na rozdzielczość obrazów mikroskopowych (grubość szkiełka nakrywkowego powinna wynosić 0,17 mm, materiał: wysokiej jakości szkło: szkiełka nakrywkowe np. Hecht–Assistent, Menzel, Marienfeld–Superior, mikropłytki typu chamber slides np. Lab–Tek Chamber Slide System (Thermo Fisher Scientific), Ibidi µ–slides/µ–dishes (Ibidi GmbH), Mattek glass bottom dishes (MatTek Corporation)).
 
*Sprzęt została zakupiony ze środków Inicjatywy Doskonałości (ID UJ), z subwencji POB BioS dla WBBiB.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Zintegrowany system do mikromanipulacji wraz z mikroskopem konfokalnym Leica Stellaris
Poziom 1, pokój 4.1.15
 
Mikromanipulator komórkowy sprzężony z konfokalnym mikroskopem fluorescencyjnym umożliwia ukierunkowaną ingerencję w fizjologię pojedynczych komórek, w tym precyzyjne wprowadzanie do komórek biocząsteczek, znaczników i organelli, ekspozycję komórek na ukierunkowane bodźce chemiczne i fizyczne oraz operacje na komórkach, w tym izolację pojedynczych komórek. Układ mikroskopowy wraz z komorą środowiskową pozwala na przyżyciowe analizy efektów mikromanipulacji w pojedynczych komórkach w czasie rzeczywistym, w świetle przechodzącym i fluorescencyjnym, tym analizy dynamiki komórek, a także ich ściśle zdefiniowanych regionów lub/i organelli.
 
Sprzęt został zakupiony w ramach mapy drogowej (dofinansowanie ze środków budżetu państwa, dotacja celowa na realizację inwestycji związanej z działalnością naukową). 
 
Wzbudzenie fluorescencji jest możliwe przy długościach fali:
  • 405nm (moc 50mW),
  • 488nm (moc 20mW),
  • 561nm (moc 20mW),
  • 638nm (moc 30mW).
Sygnał zbierany jest przez punktowe, wieloprzedziałowe detektory spektralne (Power HyD S detectors), będące hybrydą: fotopowielacza oraz fotodiody lawinowej (Avalanche Photo Diode). Umożliwiają regulację szerokości pasma detekcji w zakresie od 5 nm do pełnego zakresu detekcji detektora spektralnego. Dokładność ustawień spektralnych detektorów – 1 nm.
 
Dostępne obiektywy:
  • Plan semi-apochromat 5x/0.15 NA,
  • Plan semi-apochromat 10x/0.3 NA,
  • Plan semi-apochromat 20x;/0.4 NA, 
  • Plan apochromat 20x/0.75 NA (obiektyw wieloimmersyjny (immersja wodna, glicerynowa i olejowa)),
  • Plan apochromat 40x/1.3 NA (immersja olejowa),
  • Plan apochromat 63x/1.4 NA (immersja olejowa),  
  • Wyposażenie do obserwacji w kontraście Nomarskiego.
Oprogramowanie LasX:
Pliki mogą być zapisywane w formacie .lif .tiff .png jako pliki surowe lub po podstawowej manipulacji (pozbawione szumów, wygładzone, ze skalą, paskiem kolorów itp.). Dodatkowo program umożliwia rekonstrukcję obiektów 3D oraz przeprowadzenie dekonwolucji. 
 
Komora środowiskowa z systemem zapewniającym kontrolę temperatury. Dodatkowy mini-inkubator z systemem do regulacji stężenia CO2. Stół antywibracyjny.
 
Mikroskop wyposażony jest w system do manipulacji (Eppendorf):
  1. Mikromanipulator komórkowy: kąt roboczy w zakresie 0–90°; zakres prędkości 0–10.000um/s; możliwość obrotu motorami w płaszczyźnie poziomej w zakresie od -45° do 90°.
  2. Mikromanipulator do mikroiniekcji: możliwość wyboru i zaprogramowania funkcji dodatkowych (min. 5 pozycji; ograniczenie ruchu w osi Y; limit górny i dolny zapobiegający złamaniu kapilary, czyszczenie kapilary); wielkość kroku (rozdzielczość obliczeniowa <20 nm); możliwość regulacji mechanicznej >80 mm.
  3. Elektroniczny mikroiniektor (zakres objętości: femtolitry -> 100 pL) z wbudowana sprężarką, niewymagający dodatkowych zewnętrznych pomp/sprężarek. Możliwość wykonywania odtwarzalnych, seryjnych mikroiniekcji do komórek przylegających i zawiesinowych.
  4. Elektroniczny mikroiniektor (zakres objętości: 100 pL -> 1 mL).
  5. Mikroiniektor pneumatyczny.
  6. Mikroiniektor olejowy.
  7. Urządzenie do mikromanipulacji wspomaganej piezoelektrycznie.
Laboratorium nie zapewnia kapilar niezbędnych do wykonania eksperymentów mikromanipulacji.
 
 

Sorter komórek w systemie open air – MoFlo XDP (Beckman Coulter)
Sorter wyposażony w 5 laserów umożliwia przeprowadzenie elektrostatycznego sortowania kropel (komórek) z wykorzystaniem konwencjonalnej kompensacji. Zastosowane rozwiązania technologiczne, umożliwiają wielokierunkowe sortowanie komórek do probówek typu falkon, FACS tubes, Eppendorf oraz na płytkę 96-dołkową czy 384-dołkową.   
Rozwiązania obejmują wbudowaną kalibrację strumienia cieczy i opóźnienie upuszczenia, wbudowane obrazowanie przepływu cieczy umożliwiając sortowanie z wykorzystaniem płytek wielodołkowych. Dokładność zwiększają rozwiązania sprzętowe umożliwiające detekcję sygnału z pojedynczej kropli przepływającej przez układ.  

Proces sortowania może być wykonany w komorze laminarnej (bezpieczeństwo podobne do laminarów klasy II) oraz z kontrolą temperatury.   

System umożliwia sortowanie komórek znakowanych białkami fluorescencyjnymi, immunofenotypowanie, badania genomiczne i związane z terapią genową. 

Aby dobrać odpowiednie rozwiązania w zakresie fluoroforów, długości fali wzbudzenia czy zestawu filtrów emisyjnych proszę się skontaktować z obsługą laboratoriów pisząc pod adres wbbib.bioobrazowanie@uj.edu.pl 

Widok zawartości stron Widok zawartości stron

Pomiary metodą elektronowego rezonansu paramagnetycznego

Specjalistyczne pomiary próbek biologicznych i chemicznych prowadzone są w Zakładzie Biofizyki Molekularnej WBBiB UJ, który dysponuje kilkoma spektrometrami do pomiarów sygnałów EPR centrów paramagnetycznych w zakresie temperatur od nieco poniżej wrzenia ciekłego helu (~4,3 K) do temperatur powyżej wrzenia wody (ponad 400 K).

Podstawowym spektrometrem jest Elexsys E580 firmy Bruker pracujący w dwóch pasmach X (ok. 9,5GHz) oraz Q (ok. 34 GHz). Dostępne są tryby standardowe fali ciągłej (CW EPR) służące do pomiarów widm EPR oraz tryby impulsowe oparte o echo spinowe takie jak pomiar czasów relaksacji spin-sieć, spin-spin, ESEEM, HYSCORE, DEER. W przypadku pomiarów fali ciągłej w paśmie X dostępne są tryby: prostopadły (perpendicular mode EPR) oraz równoległy do spinów całkowitych (parallel mode EPR). Oprócz tego Zakład dysponuje możliwością pomiarów relaksacji spinowo-sieciowej w fazie ciekłej rodników opartych o technikę Saturation-Recovery.  

Elexsys E580 jest wyposażony w unikatowy w skali kraju innowacyjny system bezstratnego chłodzenia helem „The Stinger”* amerykańskiej firmy Coldedge oraz japońskiego koncernu Sumitomo Corporation Group.

W Zakładzie rozwijany jest program do odczytu i analizy danych otrzymywanych metodą EPR oraz pomiarów optycznych uzyskanych przy użyciu spektrofotometrów zatrzymanego przepływu firmy Bio-Logic.

Isnieje możliwość przeprowadzenia zarówno standardowych jak i bardziej zaawansowanych pomiarów EPR. Pomiary mogą być prowadzone w ramach współpracy naukowej bądź na zamówienie (jako płatna usługa komercyjna). Oferta skierowana jest do pracowników Uniwersytetu Jagiellońskiego oraz podmiotów zewnętrznych.

Pomiary dokonywane są przez wykwalifikowanych pracowników Zakładu. 

Przykładowe typy pomiarów EPR:

  1. Widma CW EPR w pasmie X oraz Q w temperaturze pokojowej bez regulacji temperatury.
  2. Widma CW EPR w pasmie X oraz Q z regulacja temperatury 4.3-400 K.
  3. Widma CW EPR w pasmie X w trybie równoległym.
  4. Przebieg czasowy widm EPR w pasmie X z regulacją temperatury
  5. Czasów relaksacji T1 i Tm metodą echa spinowego (Inversion Recovery, Spin- Echo decay) w pasmie X i Q z regulacją temperatury.
  6. Pomiary czasów relaksacji spino-sieciowej rodników w fazie ciekłej Saturation-Recovery.
  7. Zaawansowane typy pomiarów: HYSCORE, ESEEM, RIDME, DEER oraz własne sekwencje impulsowe – do indywidualnego ustalenia zakresu oraz przedmiotu prac.

*system Stinger został sfinansowany w ramach Programu Strategicznego – „Inicjatywa Doskonałości na Uniwersytecie Jagiellońskim (POB BiOS)”.

  

dr. hab. Marcin Sarewicz, prof. UJ
pok. 4.01.24, e-mail: marcin.sarewicz@uj.edu.pl, tel.: 12 664 65 22

Cennik podstawowy dla usług komercyjnych:

  • dla pracowników WBBiB – 144,81 PLN/godz. pomiaru
  • dla pracowników innych jednostek UJ na potrzeby projektów (bez kosztów pośrednich) – 144,81 PLN/godz. pomiaru
  • dla pracowników innych jednostek UJ (z kosztami pośrednimi) – 169,28 PLN/godz. pomiaru
  • dla jednostek zewnętrznych – 200,00 PLN netto/godz. pomiaru